ЕСТЕРИ ХОЛЕСТЕРОЛУ ВОВНИ ОВЕЦЬ ЗА ВПЛИВУ БІОДЕСТРУКЦІЇ МІКРООРГАНІЗМАМИ РУНА
Ключові слова:
вівці, вовна, мікрофлора, жиропіт, віск, внутрішні ліпіди вовни, жирні кислотиАнотація
Зауважено, що руно овець – ідеальне середовище для росту та розвитку мікрофлори, оскільки забезпечує оптимальні умови для її життєдіяльності, зокрема тепло, повітря, вологу, а також як субстрат – жиропіт та сам кератин вовни. Досліджено естери холестеролу поверхневих та внутрішніх ліпідів вовни овець за впливу біодеструкції мікроорганізмами. Об’єктом досліджень слугували зразки пошкодженої вовни вівцематок асканійської тонкорунної породи із високим мікробіологічним обсіменінням, а контролем – неушкоджена вовна з низьким рівнем мікробного забруднення. Поверхневі ліпіди (віск) отримували шляхом екстракції в апараті Сокслета тетрахлорметаном, вільні внутрішні ліпіди – повторною екстракцією суміші хлороформ – метанолу (2 : 1), зв’язані внутрішні ліпіди – після попереднього лужного гідролізу. Естери холестеролу розділяли у системі н-гептан – толуол (8 : 2), які представлені у поверхневих ліпідах шістьма класами, а у внутрішніх ліпідах вовни – чотирма. Встановлено, що у нормальній за станом вовні у холестеролі воску міститься 41,39 % естерів насичених кислот, а у пошкодженій вовні їхня кількість знижується і становить 36,13 % (Р < 0,001). Кількість ненасичених ефірів холестеролу, навпаки, зростає, особливо щодо триєнових 5,83 проти 4,53 % (Р < 0,05) та тетраєнових 5,91 проти 4,81 % (Р < 0,05) ефірів. У вільних внутрішніх ліпідах пошкодженої вовни міститься нижчий вміст естерів насичених (Р < 0,001), і вищий – ді-, три-, і тетраєнових (Р < 0,05) та інших полієнових (Р < 0,001) кислот. Естерифікований холестерол зв’язаних внутрішніх ліпідів дефектної вовни містить меншу кількість естерів мононенасичених кислот – 15,13 % (Р < 0,05) порівняно з 17,58 % у нормальній за станом вовні. Натомість у пошкодженій вовні є більша кількість ді-, три-, і тетраєнових (Р < 0,05) та інших полієнових (Р < 0,01) естерів. Такі зміни вказують на гідролітичні процеси, що відбуваються у середовищі жиропоту та внутрішніх ліпідах вовни, які в підсумку можуть мати негативний вплив на структуру вовняних волокон і, передусім, їхній кутикулярний шар.
Посилання
Braz P. R. L., Chaves de R. C., Lopes de N. M. S. What is the Importance of 18-methylechosanoic acid in hair care? Revista Faz Ciencia. 2023. No 25 (41). P. 89–102. DOI: 10.48075/rfc.v25i41.30594
Cao H., Xiong S. F., Dong L. L., Dai Z. T. Study on the mechanism of lipid peroxidation induced by carbonate radicals. Molecules. 2024. No 29 (5). P. 1125. DOI: 10.3390/molecules29051125
Chilakamarry С. R., Mahmood S.,·Safe S. N.,·Arifn M. A., Gupta A., Sikkandar M. Y., Begum S. S., Narasaiah B. Extraction and application of keratin from natural resources: a review. 3 Biotech. 2021. No 11. P. 220. DOI: 10.1007/s13205-021-02734-7
Coderch L., Alonso C., Garcia M. N., Perez L., Marti M. Hair lipid structure: effect of surfactants. Cosmetics. 2023. No 10 (4). P. 107. DOI: 10.3390/cosmetics10040107
Coderch L., Lorenzo di R., Mussone M., Alonso C., Marti M. The role of lipids in the process of hair ageing. Cosmetics. 2022. No 9 (6). P. 124. DOI: 10.3390/cosmetics9060124
Colditz I., Vuocolo Т., Denman S., Ingham A., Wijffels G., James P., Tellam R. Fleece rot in sheep: a review of pathogenesis, aetiology, resistance and vaccines. Animal Production Science. 2022. No 62 (3). P. 201–215. DOI: 10.1071/AN21118
Cozzolino S., Gutfreund P., Vorobiev A., Devishvili A., Greaves A., Nelson A., Yepuri N., Luengo G. S., Rutland M. W. Mimicking the hair surface for neutron reflectometry. Soft Matter. 2024. No 20 (38). P. 7634–7645. DOI: 10.1039/d4sm00784k
Das D., Das S. Wool structure and morphology. In: Seiko, J., Sabu, T. (eds). Wool fiber reinforced polymer composites. Elsevier Ltd, Amsterdam, Netherlands, 2022. 13–32 pp. DOI: 10.1016/B978-0-12-824056-4.00013-3
Denman S., Tellam R., Vuocolo T., Ingham A., Wijffels G., James P., Colditz I. Fleece rot and dermatophilosis (lumpy wool) in sheep: opportunities and challenges for new vaccines. Animal Production Science. 2022. No 62 (4). P. 301–320. DOI: 10.1071/AN21118
El–Fiky A. F., Khalil E. M., Mowafi S., Zaki R. A., El–Sayed H. A. Novel approach towards removal of lipid barrier from wool fibers’ surface using thermophilic lipase. Journal of Natural Fibers. 2021. No 1 (14). P. 9471–9485. DOI: 10.1080/15440478.2021.1982835
Ghimis S. B., Mirt A. L., Vlaicu A., Zaharia E., Bomboş M. M., Vasilievici G. Impregnated sheep wool fibers with an antimicrobial effect. Chemistry Proceedings. 2023. No 13 (1). DOI: 10.3390/chemproc2023013001
Harmsen P. Biological degradation of textiles and the relevance to textile recycling. Netherlands: Wageningen Food & Biobased Research, 2021. 21p.
Havryliak V. V., Tkachuk V. M. Fatty acid composition of structural lipids of normal and abnormal wool fibres. The Ukrainian Biochemical Journal. 2012. No 84 (5), P. 106–111.
Inostroza K., Larama G., Bravo S., Diaz M., Sepulveda N. Utilization of wool integral lipids to determine milk fat content in suffolk down ewes. Applied Sciences. 2022. No 12 (3). P. 1046. DOI: 10.3390/app12031046
Inostroza K., Larama G., Parra de la M. D. M., Bravo S., Rodriguez R, Guerrero A., Cancino-Baier D. Saturated fatty acids in wool as markers related to intramuscular fat content in lambs. Animals. 2024. No 14 (19). P. 2822. DOI: 10.3390/ani14192822
Johnson H., Norman T., Adler B. L., Yu J. D. Lanolin: the 2023 American contact dermatitis society allergen of the year. Cutis. 2023. No 112 (2). P. 78–81. DOI: 10.12788/cutis.0825
Kaneta D., Goto M., Hagihara M., Leproux P., Couderc V., Egawa M., Kano H. Visualizing intra-medulla lipids in human hair using ultra-multiplex CARS, SHG, and THG microscopy. Analyst. 2021. No 146. P. 1163–1168. DOI: 10.1039/D0AN01880E
Lis K. Hypersensitivity to lanolin: an old–new problem. Life. 2024. No 14 (12). P. 1553. DOI: 10.3390/life14121553
Liu Y., Liu J., Xiao J. Enzymatic crosslinking of amino acids improves the repair effect of keratin on hair fibre. Polymers (Basel). 2023. No 15 (9). P. 2210. DOI: 10.3390/polym15092210
Meng X., Nan Q., Zeng Q., Zhang J., Liu S., Tan L., Zheng Z., Wang X., Li G. Antibacterial and mothproofing wool fabrics modified by M-Arg/PHMG and ZnO. Applied Surface Science. 2025. No 680. 161341. DOI: 10.1016/j.apsusc.2024.161341
Mijaljica D., Townley J. P., Spada F., Harrison I. P. The heterogeneity and complexity of skin surface lipids in human skin health and disease. Progress in Lipid Research. 2024. No 93. 101264. DOI: 10.1016/j.plipres.2023.101264
Molik E., Zapletal P., Pustkowiak H., Kamińska D. Effect of day length on fatty acid content of sheep wool fat. Roczniki Naukowe Zootechniki. 2023. No 50 (1). P. 105–113. DOI: 10.58146/qtcw-9a30
Sanders D., Grunden A., Dunn R. R. A review of clothing microbiology: the history of clothing and the role of microbes in textiles. Biology Letters. 2021. No 17 (1). 20200700. DOI: 10.1098/rsbl.2020.0700
Sanders J. M., Coscia B. J., Fonari A., Misra M., Mileo P. G. M., Giesen D. J., Browning A. R., Halls M. D. Exploring the effects of wetting and free fatty acid deposition on an atomistic hair fiber surface model incorporating keratin-associated protein 5–1. Langmuir. 2023. No 39 (15). P. 5263–5274. DOI: 10.1021/acs.langmuir.2c03063
Sandt C., Borondics F. A new typology of human hair medullas based on lipid composition analysis by synchrotron FTIR microspectroscopy. Analyst. 2021. No 146. P. 3942–3954. DOI: 10.1039/d1an00695a
Stapai P. V., Stakhiv N. P., Tkachuk V. M., Smolianinova O. O. The relationship between structural lipids of sheep wool with its individual macrostructural components, chemical composition and physical indicators. Bìol. Tvarin. 2021. No 23 (1). P. 38–43. DOI: 10.15407/animbiol23.01.038
Szalay de S., Wertz P. W. Protective barriers provided by the epidermis. International Journal of Molecular Sciences. 2023. No 24 (4). P. 31–45. DOI: 10.3390/ijms24043145
Tkachuk V.M., Stapai P.V. Research on wool grease and lipids in sheep wool: methodological recommendations. Lviv, 2011. 24 p.
Tkachuk V. M., Stapay P. V., Ohorodnyk N. Z., Motko N. R. Internal lipids and their fatty acids composition in a sheep wool fiber under biodestruction with fleece microorganisms. The Ukrainian Biochemical Journal. 2024. No 96 (3). P. 98–108. DOI:10.15407/ubj96.03.097
Vikash V. L., Kamini N. R., Ponesakki G., Anandasadagopan S. K. Microbial disintegration of wool: An effective and sustainable approach for keratin extraction. International Journal of Biological Macromolecules. 2025. No 290. 138806. DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2024.138806
Wertz P. W., Downing T. D. Integral lipids of human hair. Lipids. 1988. No 23 (9). P. 878–881. DOI: 10.1007/BF02536208
